operar equipo y material de laboratorio

miércoles, 24 de junio de 2009

PRACTICA No. 9 PRUEBA DE AGLUTINACION EN SANGRE

Materiales:
• Placa escavada de porcelana
• Palillos de madera
• Tubo de ensaye con tapón morado con anticoagulante
• Torniquete
• Jeringa hipodérmica desechable de 5 ml
• Torundas alcoholizadas y secas• Papel para mesa
• Gradilla
• Reactivos tipificadores anti A, B y D
• Pipeta Pasteur con bulbo
Desarrollo:
Técnica de venopuncion, se extrae la sangre del pliegue del brazo en un volumen de 2.5 ml para transvasarla al tubo con tapón morado que contiene anticoagulante.Una vez que se tiene la sangre fresca se puntea en la placa escavada utilizando una pipeta Pasteur con bulbo.
Ya estando la sangre en la placa escavada se le aplica una gota de reactivo tipificadores A (amarillo) B (azul) D (transparente). Se toman pedacitos de madera, se mezclan cada uno de los puntos tipificadores y se esperan a observar la reacción de aglutinación la cual se presenta como si estuviera cortada la sangre en cualquiera de los 3 puntos, ya observada la aglutinación limpiamos equipo, entregamos para resguardarlo debidamente.

PRACTICA No. 9 PRUEBA DE AGLUTINACION EN SANGRE

PRACTICA No. 8 PRUEBA DE ALGUTINACION EN SUERO

Materiales:
·Placa escavada de porcelana
·Palillos de madera
· Tubo de ensaye con tapón morado con anticoagulante
· Torniquete
· Jeringa hipodérmica desechable de 5 ml
· Torundas alcoholizadas y secas
· Papel para mesa· Gradilla
· Reactivos tipificadores anti A, B y D
· Pipeta Pasteur con bulbo
Técnica de venopuncion, se extrae la sangre del pliegue del brazo en un volumen de 2.5 ml para transvasarla al tubo con tapón morado que contiene anticoagulante.Una vez que se tiene la sangre fresca se puntea en la placa escavada utilizando una pipeta Pasteur con bulbo.
Ya estando la sangre en la placa escavada se le aplica una gota de reactivo tipificadores A (amarillo) B (azul) D (transparente). Se toman pedacitos de madera, se mezclan cada uno de los puntos tipificadores y se esperan a observar la reacción de aglutinación la cual se presenta como si estuviera cortada la sangre en cualquiera de los 3 puntos, ya observada la aglutinación limpiamos equipo, entregamos para resguardarlo debidamente.

Desarrollo:
Se utiliza venopuncion de sangre fresca en volumen de 25 ml, una vez obtenida la sangre se deposita en el tubo con tapón rojo pero antes en el inicio de extracción y vaciamiento al tubo se toma el tiempo de coagulación el cual es de 1 a2 minutos hasta 5 y en algunas ocasiones hasta 8 minutos.Ya coagulada la sangre se retirara el tapón del tubo y se depositan todos los tubos en la centrifuga para centrifugar a 1500 revoluciones por minuto.
Esto nos dará como resultado separación de paquetes.Ya tenidos Sangre y plasma se requiere un tubo de ensayo vacío para transvasar el plasma exclusivamente, se trabajara en el punto en laminilla de cristal, utilizando la pipeta Pasteur para puntear.
Ya obtenido el punteo de plasma en la laminilla de cristal, se le agrega una gota de reactivo febriclin teniendo el cuidado necesario del orden de los serotipos “OHAB, brucella y Proteus” ya obtenido el proceso y orden de serotipos utilizamos pequeños pedacitos de palillos de madera y utilizar de forma individual cada uno[no utilizar el mismo palillo.Ya mezclada la solución plasmática y reactivo febriclin realizamos pequeños movimientos de rotación y traslación.

sábado, 20 de junio de 2009

PRACTICA No.6 TINCION DE GRAM Y OBSERVACION MICROSCOPICA

MATERIALES

Tinción de gram
Caja de cobli
Porta objetos con frotis
Algodón seco
Papel secante
Mecheros de bunsen
Aceite de inmersión
Microscopio


DESARROLLO

Realizamos el proceso de tinción utilizando la tinción gram que anteriormente ya investigamos para aplicar la técnica correspondiente la que se basa en el tiempo
Una vez teñida la lamina de cristal verificamos que no se queme con tintura porque si no sirve el frotis y como resultado debemos hacer un nuevo frotis.
Si la laminilla esta bien teñida le agregamos un a gota de aceite de inmersión la colocamos en la platina del microscopio aseguramos con las pinzas una vez estando asegurado realizamos el enfoque de 100x para que nuestra observación microscópica de resultado y poder ver las bacterias en forma esférica y de bastón.

PRACTICA No.5 ELABORACION DE UN FROTIS

El alumno debe realizar un frotis con el producto obtenidos en las cajas petri, el cual debe ser fino y delgado para poder realizar un proceso de tinción

Materiales
Asas bacteriológicas
Cajas petri con medio de cultivo
Vaso precipitado con agua destilada
Mecheros de bunsen
Papel secante

DESARROLLO

Se toma un porta objetos limpio para poder realizar en su superficie un frotis fresco con el material de la caja petri “bacteriológico”.
Con el asa bacteriológica se va a realizar un barrido en el portaobjetos en su parte central, esterilizando primero el asa bacteriológica en la flama del mechero dejando el asa hasta el rojo vivo, se retira se introduce al vaso precipitado se toma una gota de agua con el asa se introduce a la caja petri sobre las colonias desarrolladas se toma una pequeña muestra del producto que desarrollo y se deposita en el porta objetos dándoles pequeños movimientos de izquierda a derecha para extender.
Si el frotis esta grueso se vuelve a esterilizar el asa y a tomar una gota de agua se deposita en el porta objetos sobre el producto anteriormente depositado y se realiza la misma maniobra y así sucesivamente hasta que quede finamente delgado.
Una vez terminado el proceso de barrido realizamos una maniobra sobre la flama del mechero con el mismo sin dejarla fijamente en la flama a esta denominamos fijación de frotis por calor seco a fuego directo.
Una vez fijado el frotis queda listo para el proceso de tinción de gram.

jueves, 18 de junio de 2009

PRACTICA #4 OBSERVACION MACROSCOPICA

MATERIALES
1 cajas petri ya con medio de cultivo elaborado
2 asa bacteriologica
3 2 mecheros de bunsen
4 vaso de presipitado con 25ml de agua deztilada
5 vernier o pie de rey
6 3 torundas de algodón seco
7 3torundas de algodón alcoholizadas
DESARROLLO
1 las cajas pitri ya sembradas se deposita las cajas petri en mesa de laboratorio para su observación, previamente la mesa vestida de papel blanco
2 observamos de forma microscópica los crecimientos de microorganismos en medio del cultivo anotando colores, olores, dimensión desde la mas pequeña hasta la mas grande, para ello necesitamos abrir la caja en nuestro campo de esterilización a base de los 2 mecheros
3para poder medir las colonias de microorganismos utilizaremos una herramienta de medición denominada vernier, medimos y anotamos con su prespectivo grafico
4 cada grafico debe llevar el pie de grafico o pie de foto donde nos indica la información de lo que estamos plasmando.

miércoles, 17 de junio de 2009

PRACTICA No.3 SIEMBRA EN FORMA DE ESTRIAS



MATERIALES
1 cajas petri con medio de cultivo elaborado


2 muestras de deshecho


3 asa bacteriológica


4 mecheros de bunsen


5 vasos de precipitado con agua destilada con 25ml


6 papel para cubrir mesa de laboratorio


7 papel secante


8 torundas de algodón


9 masking tape para etiquetar cajas petri alcoholizadasMuestras de producto de desecho




1 toma de muestra (2.5ml de sangre) se deposita en el tubo de tapón rojo


2 orina (6 botes para orina)1 portaobjeto


3 muestra de cavidad oral en espacios interdentales (hisopos)


4 agua preparada en la calle (aguas frescas)


5 raspado interdigital con portaobjetos.




DESARROLLO:




Se realiza el proceso de siembra por estrías en medio de cultivo que contiene las cajas petri siendo este sólido. Se utiliza el asa bacteriológica, pasándola por el mechero y al ponerse al rojo vivo esta queda esterilizada.


Una vez esterilizada el asa se toma una pequeña gota de agua destilada y se pasa a tomar la muestra de desecho que se pretende observar esto es en 2 materiales de preferencia sólidos.Para los materiales líquidos solo se esteriliza, se toma el producto y se aplica en la caja petri realizando una siembra en forma de estrías de los 7 tipos mostrados en el pizarrón. Para poder sembrar una muestra de caveado de oral de espacio interdental se requiere un hisopo esterilizado, tomando la muestra del paciente en su cavidad oral y se aplica en caja petri en forma de estriado.


Dentro de los 7 modelos de siembra, uno de ellos requiere varilla de cristal para poder sembrar el producto el cual séle da el nombre de siembra de dispersión. Las cajas petri sembradas se deben depositar en la estufa de incubación a 37 grados centígrados. Durante el proceso práctico debemos realizar nuestra bitácora de actividades, elaborando en 1 hoja cuadriculada para asignar cada una de las actividades enumeradas llevando secuencia en tiempos y en la cual debemos anotar fechas de trabajo realizado

martes, 9 de junio de 2009

PRACTICA NO. 1 MEDIOS DE CULTIVO

MEDIOS DE CULTIVO
PRACTICA No. 1

Esta práctica que se va a realizar se toma en cuenta las 3 etapas que se refieren a preanalitica, analítica y postanalitica la cual se deben compaginar con la práctica secuencial.

Instrucciones
El alumno de laboratorio de análisis clínicos, debe de estar puntual con su equipo de bioseguridad en el laboratorio
solicitar vale de material
los integrantes deberán de habilitar el equipo de esterilizaciones cual se debe cargar con agua destilada
vestir mesa de laboratorio con papel blanco
habilitar línea de gas LP cualquiera de los integrantes debe abrir la línea de gas


Materiales:
Matraz elenmeyer 250ml
Vaso precipitado 250ml
Vaso precipitado 50ml.
Varilla de cristal como agitador
Vidrio de reloj
Cajas petri
Espátula
Balanza granataria
Cinta masking tape
Embudo de cristal
Torundas de algodón
Papel secante
Agar

Desarrollo
Pesar el polvo del medio de cultivo utilizado en el vidrio de reloj, realizando regla de tres. Solicitar agua destilada dependiendo la cantidad de producto que se valla a ocupar en cajas petri, siendo un total de 5-9 cajas petri por mesa; en el caso de nuestra mesa es necesario que sean 8 cajas petri.Una vez pesado el polvo del medio de cultivo se mezclaran el contenido de agua que se tiene en el vaso de precipitado.Para poder mezclar y que no queden grumos se utiliza la varilla de cristal para agitar conforme a las manecillas de reloj hasta que se disuelva el polvo en agua.Una vez que ya tenemos la mezcla hecha dejamos reposar el producto de acuerdo a las indicaciones que contiene el depósito de medio de cultivo.

NOTA: las indicaciones del medio de cultivo que contiene en la etiqueta. Del depósito se deben de transcribir para conocer bien los datos. Se le da el nombre de rehidratación al polvo con agua y observando las indicaciones dadas se tomara el porcentaje requerido de polvo para la mezcla con el agua que soliciten de acuerdo a las cajas petri que se llevan a preparar.

Después de que reposo del producto se le da movimientos en rotación, juego de muñeca exponiéndolo al fuego del mechero, estos movimientos darán como resultado una ebullición (hervor). Y se le dará desde el momento que inicia la ebullición un minuto de tiempo para que quede listo nuestro medio de cultivo en forma liquida.

Se debe tener cuidado con la ebullición del producto en el matraz elenmeyer ya que este puede rebasar sus limites y ocasionar un accidente por quemaduras.Una ves terminado el proceso de ebullición del medio de cultivo se deja enfriar, se tamponea con torundas de algodón, se cubre con cinta masquen tape y se etiqueta con registro del medio de cultivo, núm. mesa y fecha de elaboración así como la hora en que se realizo.

Todos los integrantes se ponen de acuerdo para el proceso de esterilización y se depositaran en la autoclave. Que ya previamente se ha preparado al principio de la práctica.Técnica de esterilización Autoclave (calor húmedo). Se esterilizara el producto a 15 libras de presión y una temperatura de 120 °C durante 20 min.Una ves terminada la esterilización se deja enfriar, se libera del autoclave, se entrega a las mesas y se lleva a cabo el vaciado en las cajas petri.

Para el baseado en cajas petri se requiere de un campo de esterilización en la mesa con 2 mecheros para que el producto, se libere del autoclave se entrega en las mesas y se llevara acabo el baseado en las cajas petri. Se utiliza baso de precipitado de 50 ml, el cual se pasara en forma breve por el fuego en la boquilla del baso para que este, este esterilizado, se le vierte el producto en la cantidad requerida y se bacía en la caja petri, dejándola abierta con su tapa, sobre encimada, asta que enfrié. Estos se hará todas las veces necesarias del llenado de cajas.

Ya estando sólido el medio de cultivo se tapa, se etiqueta y se deposita en el enfriador.

miércoles, 20 de mayo de 2009

PRACTICA PREANALITICA

Práctica-1 Operar equipo y material de laboratorio así como elaborar medios de cultivo.
Practica-2 Elaborar medio de cultivo.
Practica-3 Esterilización d medio de cultivo.
Práctica-4 Siembras en estría de medio de cultivo.
Practica-5 Observación de desarrollo de microorganismos en medio de cultivo, lectura de colonias.
Practica-6 Protis para tinción.
Practica-7 Tinción de Gram
Practica-8 Observación microscópica en objetivos 100X con aceite de inmersiónPractica-9Prueba de reacciones febriles para prueba de aglutinación en serología tubo son anti coagulo (rojo)Prueba de aglutinación en sangre fresca utilizando tuvo coagulante (morado)

PRUEBA DE AGLUTINACION
materiales:

Laminilla de cristal para reacciones febriles

Tubo de ensayo con tapón rojo estéril

Palillos de Madera

Torundas de algodon alcoholizadas

Centrifuga

Microscopio

Pipeta Pasteur con bulbo

Papel secante

Torniquete



REACTIVO:

Febriclin (H, O, A, B, BRUCELLA, PROTEUS)
1.-“Paciente” sangre fresco-Hoja de solicitud (medico)
2.- Hoja de orden de laboratorio
3.-Indicaciones de laboratorio (Paciente)- Folio de registro “inmunologia” (salmonella, brucella. Proteus)

Análisis :

-Técnica de extracción de sangre (ven pulsión)
-Separación del paquete sanguíneo y plasma
-Punteo de plasma en placa de cristal
-Mezclar plasma con reactivo de febriclin para observar la reacción de aglutinación
-Observar microscópicamente la laminilla trasluz
-Observar microscópicamente el proceso de aglutinación en objetivo 10 y 40 X
-Reportar en hoja de laboratorio

martes, 12 de mayo de 2009

CLASIFICACION DE LAS TINCIONES

La tinción de Gram o coloración Gram es un tipo de tinción diferencial empleado en microbiología para la visualización de bacterias, sobre todo en muestras clínicas. Debe su nombre al bacteriólogo danés Christian Gram, que desarrolló la técnica en 1884. Se utiliza tanto para poder referirse a la morfología celular bacteriana como para poder realizar una primera aproximación a la diferenciación bacteriana, considerándose Bacteria Gram positiva a las bacterias que se visualizan de color violeta y Bacteria Gram negativa a las que se visualizan de color rosa.

La tinción de Ziehl-Neelsen (BAAR) es una técnica de tinción diferencial rápida y económica, para la identificación de mocroorganismos patógenos, por ejemplo M. tuberculosis.

Este método se basa en que las paredes celulares de ciertos parásitos y bacterias contienen ácidos grasos (por ejemplo, el ácido micólico) de cadena larga (50 a 90 átomos de carbono) que les confieren la propiedad de resistir la decoloración con alcohol-ácido, después de la tinción con colorantes básicos. Por esto se denominan bacilos ácido-alcohol resistentes o BAAR. Las micobacterias como M. tuberculosis y M. marinum y los parásitos coccídeos como Cryptosporidium se caracterizan por sus propiedades de ácido-alcohol resistencia.

La coloración clásica de Ziehl-Neelsen requiere calentamiento para que el colorante atraviese la pared bacteriana que contiene ceras.

En una tinción directa el colorante interacciona directamente con el sustrato. En una tinción indirecta se hace interaccionar en primer lugar a una sustancia química denominada "mordiente" con el sustrato la cual permite la posterior interacción del colorante. Usualmente los mordientes son sales, hidróxidos o alumbres de metales bivalentes o trivalentes.

· Tinciones simples:
tinción negativa: se usa un colorante ácido, nigrosina o tinta china, que no entra en la célula de modo que estas no se observan teñidas, lo que se ve de color es el fondo.
Frotis.
Secado al aire
Colorante.
Visionado a 100X
tinción básica: se usa azul de metileno que si tiñe a las células.
Frotis.
Fijación.
Colorante.
Lavado con agua destilada.
Secado al aire.
Visionado a 100X.

Tinciones diferenciales:

tinción Gram: se basa en las diferencias entre las paredes de las Gram + y las Gram - , el primer colorante tiñe todas las células, en las G+ entra y con la acción del lugol formara una molécula muy grande que no sale de la célula, pero el disolvente, etanol, disolverá la capa d lipopolisacaridos de las Gram negativas donde esta el 1º colorante, ya que no pudo atravesar esta barrera, de modo que al añadir el 2º será este el único que les de color.
Extensión.
Fijación.
Colorante básico, cristal violeta, entra en las células.
Lavado con agua destilada.
Mordiente, lugol: el colorante básico ya no puede salir de G+.
Lavado con etanol que disuelve la capa de lipopolisacaridos de G- donde esta el 1º colorante.
Colorante de contraste básico, safranina o rojo metilo . que tiñe a las G-.

Azul de metileno (Tinción positiva):
Permite teñir el interior celular. Tiñe microorganismos procarióticos (vivos o muertos). Los eucarióticos sólo se tiñen si están muertos. Algunas estructuras, como los corpúsculos metacromáticos, se tiñen más intensamente con este colorante que el resto de la célula.

El azul de metileno se usa como tintura para teñir ciertas partes del cuerpo antes o durante la cirugía. Su uso es principalmente como antiséptico y cicatrizador interno. También se utiliza como colorante en las tinciones para la observación en el microscopio.

TINCION

Las tinciones se combinan químicamente con el protoplasma bacteriano; si la célula no ha muerto el proceso termina de hacerlo. El método, por consiguiente, es bastante drástico y puede producir artificios.
Las tinciones mas frecuente son sales. Las tinciones básicas consiste en un catión coloreado unido a un anión incoloro, mientras las ácidas constituyen exactamente lo contrario, unido a dos cationes. Las células bacterianas son abundantes en ácidos nucleicos, los cuales portan cargas negativas en formas de fosfatos.
Los colorantes ácidos no tiñen a las células bacterias, y por tanto, pueden utilizarse para teñir al fondo con un color de contraste.
Las tinciones básicas tiñen uniformemente en las células bacterianas, a menos que antes de destruyan el ARN del citoplasma. También se pueden usar técnicas de tinción especiales para flagelos, membranas celulares, paredes celulares, gránulos, nucleótidos y esporas.

CLASIFICACION DE LOS MEDIOS DE CULTIVO

MEDIOS ENRIQUECIDOS
Algunos microorganismos no son capaces de desarrollarse en medios de cultivo normales. Para cultivarlos necesitamos añadir sustancias altamente nutritivas como sangre, suero, extractos de tejidos animales.

MEDIOS SELECTIVOS
Contienen uno o varios compuestos que inhiben el crecimiento de un determinado tipo de microorganismos y no afectan a otros tipos. Otra manera es modificar la fuente de carbono; si sustituimos la glucosa por maltosa, seleccionamos aquellos microorganismos capaces de digerirla.

MEDIOS DIFERENCIALES
Contienen distintos compuestos químicos o indicadores sobre los que determinados microorganismos adquiere coloraciones específicas o reaccionan de una manera determinada.

MEDIOS SELECTIVOS Y DIFERENCIALES
Se usa para detectar E. Coli y Salmonella. E. Coli es tolerante a la lactosa. Al digerirla, libera ácidos, por lo que se crea un medio ácido y el indicador se pone rojo. Salmonella no tolera la lactosa, por lo que no formará ácidos y formará colonias incoloras.

CULTIVOS PUROS:

MEDIOS DE OBTENCIÓN
Los microorganismos en estado natural crecen de forma heterogénea o mixta. Cuando queremos estudiar un microorganismo dado, debemos aislarlo. Un cultivo puro es aquel que contiene un solo tipo de microorganismo.

SIEMBRAS

Sembrar es introducir artificialmente una porción de muestra en un medio adecuado, con el fin de iniciar un cultivo microbiano. Luego de sembrado, el medio de cultivo se incuba a una temperatura adecuada para el crecimiento. La siembra puede realizarse en medio líquido, sólido o semisólido, utilizando punta, ansa, hisopo o pipeta estéril.

Cultivo en medio líquido:
Se realiza en tubos o en matraces. El crecimiento se puede manifestar por enturbiamiento, por formación de velo o película, o por sedimento.

Cultivo en medio sólido:
Puede ser en tubos o placas.

a) Tubos con agar inclinado. Para sembrarlos, se mueve el ansa o la punta suavemente sobre la superficie del agar con un movimiento en zigzag desde el fondo hasta la parte superior, cuidando de no dañar el agar.

b) Tubos sin inclinar. Se siembran introduciendo una punta en el centro del agar. También se llama siembra por picadura.

c) Siembra en placas. Puede ser en superficie o incorporada.

MEDIO DE CULTIVO

Uno de los sistemas más importantes para la identificación de microorganismos es observar su crecimiento en sustancias alimenticias artificiales preparadas en el laboratorio. El material alimenticio en el que crecen los microorganismos es el Medio de Cultivo y el crecimiento de los microorganismos es el Cultivo. Se han preparado más de 10.000 medios de cultivo diferentes.
Para que las bacterias crezcan adecuadamente en un medio de cultivo artificial debe reunir una serie de condiciones como son: temperatura, grado de humedad y presión de oxígeno adecuado, así como un grado correcto de acidez o alcalinidad. Un medio de cultivo debe contener los nutrientes y factores de crecimiento necesarios y debe estar exento de todo microorganismo contaminante.
La mayoría de las bacterias patógenas requieren nutrientes complejos similares en composición a los líquidos orgánicos del cuerpo humano. Por eso, la base de muchos medios de cultivo es una infusión de extractos de carne y Peptona a la que se añadirán otros ingredientes.
El agar es un elemento solidificante muy empleado para la preparación de medios de cultivo. Se licua completamente a la temperatura del agua hirviendo y se solidifica al enfriarse a 40 grados.
Con mínimas excepciones no tiene efecto sobre el crecimiento de las bacterias y no es atacado por aquellas que crecen en él. La Gelatina es otro agente solidificante pero se emplea mucho menos ya que bastantes bacterias provocan su licuación.

BRUCELLA ABORTUS


B. abortus es una bacteria Gram negativa con un lipopolisacárido (LPS) fuertemente inmunodominante, el que junto con la capacidad de sobrevivir en el interior de células fagocíticas constituyen sus principales factores de virulencia.

La infección en humanos conduce a una enfermedad con tendencia a la cronicidad, con fiebre y malestar recurrentes que deterioran su calidad de vida y que además puede presentar complicaciones como artritis, meningitis, entre otras.